يستحث Cistanche Tubulosa موت الخلايا المبرمج بأنواع الأكسجين التفاعلية لخلايا سرطان القولون البشرية الأولية والمنتشرة

مقدمة

يعد سرطان القولون والمستقيم أحد أكثر أنواع السرطان شيوعًا في جميع أنحاء العالم (برينروآخرون.، 2014)، وتتزايد معدلات الإصابة به باستمرار حيث تقدر بنحو 2.4 مليون حالة في عام 2035، وذلك بسبب النظام الغذائي ونمط الحياة الحديث، إلى جانب انخفاض النشاط البدني. الجهود الحالية ليست كافية لمكافحة الوباء الحالي لسرطان القولون والمستقيم، وبالتالي هناك حاجة إلى أساليب جديدة للوقاية والعلاج الفعالين بما في ذلك تغييرات في نمط الحياة بالاشتراك مع تدخلات بديلة أكثر أمانا مثلالعلاجات النباتية (فايدنروآخرون.، 2015). كان العلاج بالنباتات، وهو استخدام النباتات الطبية لعلاج الأمراض، جزءًا لا مفر منه من تاريخ البشرية القديم. تم استخدام النباتات الطبية منذ فترة طويلة كمصادر علاج بديلة للسرطان، حيث تمثل أكثر من ستين بالمائة من العوامل المضادة للسرطان المستخدمة في الطب التقليدي (Balunas and Kinghorn, 2005; Saibuوآخرون.، 2015). بعض الأمثلة الأكثر شهرة تشمل مقتطفات منكاثارانثوس روزيوسجي دون. (Apocynaceae)، Taxus baccata L. (Taxaceae)، وCamptotheca مؤنف Decne (Nyssaceae) (Cragg and Newman, 2005; da Rochaوآخرون.، 2001). تبين أن العديد من المستخلصات العشبية والمواد الكيميائية النباتية لها تأثيرات مضادة للأورام في سرطان القولون والمستقيم، ويعزى ذلك إلى تحفيز إنتاج أنواع الأكسجين التفاعلية (ROS) وما يرتبط بها من موت الخلايا المبرمج للخلايا السرطانية كما في حالة المستخلصات منميليسا اوفيسيناليس(فايدنروآخرون., 2015)

من بين المرشحين للعلاج النباتي،سيستانش توبولوسا، وهو نبات صحراوي طفيلي من عائلة Orobanchaceae (جيانغ وآخرون، 2009) يتم توزيعه على نطاق واسع في المناطق القاحلة وشبه القاحلة في أفريقيا وآسيا ومنطقة البحر الأبيض المتوسط، وقد ثبت أن له خصائص طبية قيمة. تم استخدام Cistanche tubulosa على نطاق واسع في الطب التقليدي ويُقترح أن يكون له تأثيرات علاجية في حالات قصور الكلى، ونزف الدم المرضي، والنزيف الرحمي، والعقم عند النساء، والإمساك الناتج عن الشيخوخة (جيانغ وآخرون، 2009). وبالإضافة إلى استخداماته الطبية التقليدية، فإن له استخدامات طبية مهمة. تمت دراسة خصائص Cistanche Tubulosa بشكل مكثف خلال العقد الماضي بما في ذلك مرخي الأوعية (Yoshikawa et al.، 2006)، وواقي الكبد (Morikawa et al، 2010)، والتأثيرات المضادة لفرط سكر الدم وخافض شحميات الدم (Xiong et al.، 2013). تم اقتراح Cistanche Tubulosa أيضًا كمعزز قوي لجهاز المناعة، ومحفز لتكوين العظام، وعامل مضاد للشيخوخة ومضاد للتعب (Xu et al., 2014). علاوة على ذلك، فقد ثبت أن مستخلص Cistanche tubulosa يمنع ترسب الأميلويد في نموذج مرض الزهايمر (وو وآخرون، 2015). على الرغم من الاستخدامات العلاجية المختلفة، لم تتم دراسة تأثير Cistanche Tubulosa كعامل محتمل مضاد للسرطان بعد.

في العمل الحالي، قمنا بدراسة التأثير المضاد للسرطان لـ Cistanche Tubulosa على خطين أساسيين وخطين من خلايا سرطان القولون النقيلي والآليات المحتملة الكامنة وراء هذا التأثير.

سيستانش توبولوسا الطبيعي لتحسين الوظيفة الجنسية PHGS75% ECH 30% ACT 12%

المواد والأساليب

جمع وتحضير المستخلصات النباتية

تم جمع عينات نبات Cistanche tubulosa من المناطق الصحراوية في قطر عام 2014 وتم التأكد من صحة النبات من قبل أخصائي الأعشاب. يتم أرشفة عينات القسيمة في قسم السموم والأغراض المتعددة في ADLQ. تم طحن عينات النباتات المجففة بالشمس باستخدام Retsch Knife Mill Grindomix GM300 إلى مسحوق ناعم. تم استخلاص عشرين جرامًا من المسحوق باستخدام 200 مل من الماء عالي النقاء طوال الليل عند 37 درجة على شاكر دوار عند 200 دورة في الدقيقة. الخاممستخلصات Cistanche tubulosa (CTE)تم الطرد المركزي لمدة 3 0 دقائق عند 8000 دورة في الدقيقة لتكوين مركبات غير قابلة للذوبان، وتم جمع المادة الطافية وتجفيفها بالتجميد باستخدام مجفف التجميد Labconco Freezone 6 plus. تم إعادة تكوين المستخلص المجفف في وسط Dulbecco's Modified Eagle's (DMEM، SIGMA، ألمانيا) إلى تركيز 20 مجم / مل وتم ترشيحه بشكل معقم من خلال مرشح غشاء 0.2- ميكرون.

خطوط الخلايا وصيانة الخلايا

تم الحصول على خطوط خلايا سرطان القولون البشري CaCo2 وSW620 وLoVo من Cell Lines Service (CLS، Eppelheim، ألمانيا) بينما كان خط خلايا HCT 116 هدية لطيفة من قسم العلوم البيولوجية والبيئية بجامعة قطر. تم اشتقاق CaCo2 وHCT11 من الموقع الرئيسي لسرطان القولون بينما تم اشتقاق SW620 وLoVo من الموقع النقيلي. تم استزراع خلايا SW620 وHCT116 وLoVo وصيانتها في وسط DME بينما تم الحفاظ على خلايا CaCo2 في الحد الأدنى الأساسي لـ Eagle (EMEM، SIGMA، ألمانيا). نمت الخلايا على شكل طبقة أحادية مزروعة عند 37 درجة في الوسط المعني مكملة بـ 10٪ من مصل الأبقار الجنيني (FBS، SIGMA، ألمانيا) و 1٪ بنسلين / ستربتومايسين (SIGMA، ألمانيا) في جو مرطب يحتوي على 5٪ ثاني أكسيد الكربون.

فحص بقاء الخلية

تم استخدام اختبار {{0}}[4,5-ثنائي ميثيل ثيازول-2-yl]-2,5-ثنائي فينيل تيترازوليوم (MTT) لتقييم النشاط السام للخلايا. CTE بالمثل كما هو موضح سابقًا (Jaganjac et al., 2010). كانت كثافة البذر لخلايا CaCo2 وHCT116 وSW620 وخلايا LoVo المستزرعة في 96-ألواح البئر 104 خلية لكل بئر. تم طلاء الخلايا في الوسط المناسب المضاف إلى 10٪ FBS قبل 24 ساعة من العلاج. بعد 24 ساعة، تمت إزالة الوسط وتمت معالجة الخلايا بـ 0، 0.25، 0.5، 1، و 2 ملغم / مل من CTE لمدة 24، 48، و 72 ساعة عند 37 درجة في جو مرطب يحتوي على 5٪ ثاني أكسيد الكربون. عند علاج CTE، تمت إزالة الوسيط وإضافة 40 ميكرولتر من محلول MTT (0.5 مجم/مل) إلى كل بئر.

بعد 3 ساعات من الحضانة، تمت إزالة محلول MTT، وتم إذابة منتج الفورزان في ثنائي ميثيل سلفوكسيد (DMSO، SIGMA، ألمانيا)، وتم قياس الامتصاص عند 590 نانومتر باستخدام قارئ صفيحة ميكروية (Infinite 200 PRO NanoQuant، Tecan Trading AG، سويسرا) .

فحص موت الخلايا المبرمج

تم اكتشاف موت الخلايا المبرمج في خلايا CaCo2 وHCT116 وSW620 وخلايا LoVo باستخدام PE Annexin V Apoptosis Detection Kit I مع 7- Amino-Actinomycin D (7-AAD) كصبغة حيوية (Becton Dickinson International, Belgium) وفقًا لتعليمات الشركة المصنعة. باختصار، تم زرع الخلايا في 24- صفائح بئر بكثافة 5 × 1 0 4 خلايا / بئر في وسط خاص مكمل بـ 10٪ FBS لمدة 24 ساعة قبل إضافة CTE (0، 0.5 أو 1 ملغم/مل). بعد 24 حضانة CTE، تم حصاد الخلايا وغسلها مرتين بمحلول ملحي بارد بالفوسفات، وصبغها بـ Phycoerythrin (PE) Annexin V و7- AAD لمدة 15 دقيقة عند درجة حرارة الغرفة في الظلام. تم تحليل الخلايا الملطخة خلال ساعة واحدة عن طريق قياس التدفق الخلوي باستخدام FACS. مقياس التدفق الخلوي Aria III وبرنامج FACSDiva (Becton Dickinson) بمعدل تدفق منخفض بحد أدنى 104 خلية. تم استخدام علاج الخلايا لمدة 4 ساعات باستخدام 6 ميكرومتر من الكامبتوثيسين (SIGMA) كعنصر تحكم إيجابي للمقايسة.

إنتاج ROS داخل الخلايا

تم فحص إنتاج ROS داخل الخلايا باستخدام 2، 7- ثنائي أسيتات ثنائي كلورو ثنائي هيدروفلوريسئين (DCFH-DA، SIGMA، ألمانيا). DCFH-DA عبارة عن مسبار غير فلوري، والذي يتأكسد باستخدام ROS داخل الخلايا إلى مركب الفلورسنت 2، 7- ثنائي كلوروفلوريسئين (DCF) (Poljak-Blazi et al.، 2011). تم إجراء اختبار DCFH DA بشكل مشابه كما وصفنا من قبل (Cindric et al، 2 0 13؛ Poljak-Blazi et al.، 2011). باختصار، كانت كثافة البذر لخلايا CaCo2 وHCT116 وSW620 وLoVo المزروعة في 96- صفائح سوداء جيدة 104 خلية لكل بئر. تم طلاء الخلايا في الوسط المناسب المكمل بـ 10٪ FBS لمدة 24 ساعة. قبل أن يتم تحضين خلايا العلاج بـ 10 ميكرومتر DCFH-DA عند 37 درجة لمدة 30 دقيقة في 5٪ ثاني أكسيد الكربون / 95٪ هواء. تم بعد ذلك غسل الخلايا ومعالجتها بـ 0 و 0.5 و 1 مجم / مل من CTE في الوسط بدون أحمر الفينول. تمت مراقبة تكوين ROS داخل الخلايا بشكل مستمر طوال 25 ساعة عند 37 درجة و 5٪ من ثاني أكسيد الكربون باستخدام قارئ صفيحة ميكروية مع وحدة التحكم في الغاز والتألق العلوي (Infinite 200 PRO، Tecan Trading AG، سويسرا). تم قياس شدة التألق بطول موجة إثارة يبلغ 500 نانومتر واكتشاف الانبعاثات عند 529 نانومتر. الوحدات التعسفية، وحدات مضان النسبية (RFU)، كانت تعتمد مباشرة على كثافة مضان.

سيستانش توبولوسا الطبيعي لتحسين وظيفة الكلى PHGS75% ECH 30% ACT 12%

توليد الميتوكوندريا الفائق

تم تقدير قدرة CTE على تحفيز توليد الأكسيد الفائق بواسطة الميتوكوندريا باستخدام مسبار MitoSOX Red النفاذ للخلايا والمستهدف بالميتوكوندريا (تقنيات الحياة) وهويشت 33342 للتلوين النووي (تقنيات الحياة). تم زرع خلايا CaCo2 وHCT116 وSW620 وLoVo في 96-ألواح بئر بكثافة 104 خلايا لكل بئر في وسط مناسب مكمل بـ 10% FBS لمدة 24 ساعة . تم بعد ذلك تحميل الخلايا بـ 4 ميكرومتر من MitoSOX و2 ميكرومتر من Hoechst 33342 لمدة 20 دقيقة، وغسل الصبغة الزائدة، ومعالجة الآبار بـ 0 و0.5 و1 مجم/مل من CTE لمدة 24 ساعة عند 37 درجة و5% ثاني أكسيد الكربون. تم قياس شدة التألق بطول موجة إثارة يبلغ 510 نانومتر واكتشاف الانبعاثات عند 580 نانومتر لـ MitoSOX وطول موجة إثارة يبلغ 350 نانومتر واكتشاف الانبعاثات عند 461 نانومتر لـ Hoechst 33342 باستخدام قارئ صفيحة ميكروية مع مضان علوي (Infinite 200 PRO، Tecan Trading). اي جي، سويسرا)

تحليل احصائي

تم عرض الإحصائيات الوصفية على أنها متوسط ​​+/− SD. تم تقييم أهمية الاختلافات بين المجموعات باستخدام اختبار الطالب t واختبار مربع كاي. عند مقارنة أكثر من مجموعتين، استخدمنا تحليل التباين (ANOVA) أحادي الجانب مع الاختبار اللاحق المناسب. تم استخدام SPSS 11.01 لنظام التشغيل Mircosoft Windows. واعتبرت الاختلافات مع P أقل من 0.05 ذات دلالة إحصائية.

نتائج

يظهر تأثير CTE على تكاثر خطوط خلايا سرطان القولون البشري في الشكل 1. وأظهرت جميع تركيزات CTE التي تم اختبارها تأثيرًا مثبطًا قويًا على خط خلايا CaCo2 بطريقة تركيز وتعتمد على الوقت (الشكل 1A). أدى اثنان وسبعون ساعة من علاج الاعتلال الدماغي المزمن إلى تثبيط نمو خلايا CaCo2 بنسبة تزيد عن 60% مقارنة بالتحكم (p < 0.05 لجميع التركيزات). تم أيضًا اكتشاف تأثير كبير لعلاج CTE على نمو خلايا HCT116 في جميع الأوقات عند أعلى تركيزين (1 مجم/مل و2 مجم/مل)، حيث وصل الانخفاض إلى أكثر من 70% عند التركيز الأخير (الشكل 1 ب، ف < 0.05). على الرغم من أن تركيزات CTE المنخفضة (0.25 و 0.5 مجم / مل) قللت بشكل كبير من نمو الخلايا HCT116 بعد 24 ساعة (ع).<0.05), they had no significant effect following 72 hours of treatment compared to control (p>{{0}}.{{10}}5). تم تأكيد تثبيط الانتشار المعتمد على الوقت والتركيز مع CTE في خلايا LoVo بأكثر من 60% عند أعلى تركيز (p < 0.05) (الشكل 1C)، وجميع تركيزات CTE الأربعة التي تم اختبارها قللت من نمو خلايا SW62 0 بعد 48 ساعة (الشكل 1D، p < 0.05 للجميع). بعد 72 ساعة من العلاج، لوحظ نفس التأثير فقط بالنسبة لأعلى تركيزين (P <0.05) بينما لم يظهر التركيزان 0.25 و 0.5 ملغم/مل أي تأثير معنوي مقارنة بالتحكم (P > 0.05). تم اختبار تأثير 0.5 و 1 ملغم / مل من علاج CTE على تحريض موت الخلايا المبرمج في جميع خطوط الخلايا الأربعة (الشكل 2). تم اكتشاف عدد متزايد من الخلايا في موت الخلايا المبرمج المبكر في HCT116 وLoVo بعد علاج لمدة 24- ساعة بـ 0.5 ملغم / مل (ع)<0.05, Figure 2B and 2C) and in all cell lines at 1 mg/mL (p<0.05). A significant increase in necrotic or late apoptotic cell number was further observed in CaCo2 and SW620 cell lines (p<0.05, Figure 2A and 2D). The ability of CTE to induce intracellular ROS production is demonstrated in Figure 3. Three hours following CTE treatment there was a strong increase in intracellular ROS production in all cell lines (p<0.05). The intracellular ROS production increased progressively throughout the 25 hours of treatment in a time and concentration-dependent manner. Furthermore, the staining of cells with a mitochondria-targeted probe revealed a strong impact of CTE on mitochondrial superoxide production in a concentration-dependent manner (Figure 4). The highest increase in superoxide production by mitochondria was observed in HCT116 (69%, Figure 4B) and LoVo cells (82%, Figure 4C) following 24-hour treatment with 1 mg/mL of CTE.

رسم بياني 1:تأثيرسيستانش توبولوساعلى جدوى خطوط خلايا سرطان القولون. يتم قياس بقاء الخلية بواسطة فحص MTT لخلايا (A) CaCo2، (B) HCT116، (C) LoVo، و (D) SW620 كنسبة مئوية من خط خلايا سرطان القولون غير المعالج. يتم إعطاء القيم المتوسطة (± SD) لمدة 5 مكررات للتجربة التمثيلية: (*) الأهمية ص<0.05 in comparison to control untreated respective cells.

الشكل 2: مستخلص ماء Cistanche tubulosa يحث على موت الخلايا المبرمج في خلايا سرطان القولون البشرية. يتم عرض تحليلات قياس التدفق الخلوي Annexin-V-FITC لخلايا (A) CaCo2 و(B) HCT116 و(C) LoVo و(D) SW620 كنسبة مئوية من السيطرة على خط خلايا سرطان القولون غير المعالج. يتم إعطاء القيم المتوسطة (± SD) لمدة 3 مكررات للتجربة التمثيلية: (*) الأهمية ص<0.05 in comparison to control untreated respective cells.

الشكل 3: يحفز مستخلص ماء Cistanche tubulosa إنتاج ROS داخل الخلايا بطريقة تعتمد على الوقت والجرعة. يتم تقديم إنتاج ROS المقاس بمقايسة DCFH-DA في (A) CaCo2، (B) HCT116، (C) LoVo، و (D) SW620 كقيم RFU متوسطة (±SD) للنسخ المتماثلة 5- المعنية تجربة تمثيلية. (*) الأهمية ص<0.05 in comparison to control untreated colon cancer cells. 

الشكل 4: يحفز مستخلص ماء Cistanche tubulosa إنتاج أكسيد الميتوكوندريا الفائق في خلايا سرطان القولون البشرية. يتم عرض كثافة مضان مسبار MitoSOX الأحمر المستهدف بالميتوكوندريا في A) CaCo2، (B) HCT116، (C) LoVo و (D) SW620 كنسبة مئوية من التحكم في خط خلايا سرطان القولون غير المعالج. يتم إعطاء القيم المتوسطة (± SD) لمدة 5 مكررات للتجربة التمثيلية: (*) الأهمية ص<0.05 in comparison to control untreated colon cancer cells.

مناقشة

على الرغم من أن الدراسات السابقة قد أبلغت عن العديد من الخصائص الطبية لـ Cistanche tubulosa، إلا أن هذا هو التقرير الأول عن تأثيره المضاد للتكاثر في الخلايا الخبيثة. أظهرت المركبات النشطة بيولوجيًا Cistanche tubulosa المستخرجة بالماء، وهو مذيب قطبي للغاية، نشاطًا حيويًا قويًا مضادًا للسرطان. لقد قمنا سابقًا بمقارنة كفاءة Cistanche tubulosa المذابة في الماء مع المذيبات الأخرى مثل الميثانول وخلات الإيثيل، لكن المستخلصات المائية أظهرت أكثر الأنشطة الواعدة المضادة للسرطان (البيانات غير معروضة).

لقد أثبتنا قدرة CTE عند 1 ملغم / مل و 2 ملغم / مل على تثبيط 60٪ من نمو كل من خطوط خلايا سرطان القولون الأولية والنقيلية، مما يكشف عن دور مهم محتمل لـسيستانش توبولوساكعلاج لسرطان القولون. بالمقارنة مع الخلايا الطبيعية، تتميز الخلايا السرطانية عمومًا باضطراب في توازن الأكسدة والاختزال والاستراتيجية الشائعة للعلاجات المضادة للسرطان الحالية هي زيادة الإجهاد التأكسدي الخلوي (Yang et al، 2013). على الرغم من أن المستويات المنخفضة من الناحية الفسيولوجية من ROS لها دور مهم كإشارة إلى جزيئات، فإن الإنتاج المفرط لـ ROS يمكن أن يساهم في عدم استقرار السرطان والأورام الخبيثة (Liou and Storz، 2010). ومن المفارقات أن هذا الخلل في توازن الأكسدة والاختزال الخلوي يجعل الخلايا السرطانية أكثر عرضة لموت الخلايا الناجم عن ROS (Jaganjac et al.، 2008؛ Nogueira and Hay، 2013). يمكن التوسط في التأثير المضاد للتكاثر لـ CTE المذكور في هذه الدراسة من خلال آليات مختلفة خارج وداخل الخلايا للمركبات المعروفة وغير المعروفة داخل المستخلص، والتي تستهدف مسارات متعددة تلعب أدوارًا أساسية في موت الخلايا المبرمج. للتمييز بين الأنماط المختلفة لموت الخلايا، قمنا بدراسة الآلية المحتملة المسؤولة عن السمية الخلوية الناجمة عن مرض الاعتلال الدماغي المزمن.

مستخلص سيستانش توبولوسا مضاد لمرض الزهيرمر PHGS75% ECH 30% ACT 12%

تشير بياناتنا إلى أن CTE يزيد من إنتاج ROS داخل الخلايا وبالتالي موت الخلايا الناجم عن ROS. تلعب حالة الأكسدة والاختزال في الخلية أيضًا دورًا حاسمًا في تنظيم موت الخلايا المبرمج وتعد سلسلة نقل الإلكترون بالميتوكوندريا أحد المواقع الرئيسية لتوليد ROS الخلوي (Trachootham et al.، 2008). علاوة على ذلك ، يمكن أن يتسبب ROS داخل الخلايا في موت الخلايا المبرمج الخلوي عبر كل من المسارات المعتمدة على الميتوكوندريا والمسارات المستقلة (Sinha et al.، 2013). في الواقع، تشير بياناتنا أيضًا إلى أن إضفاء الطابع الخارجي على الفوسفاتيديل سيرين الناجم عن مرض الاعتلال الدماغي المزمن، هو تأثير شائع في موت الخلايا المبرمج، في كل من خطوط الخلايا السرطانية الأولية والانتشارية، مما يشير إلى أن آلية الموت الناجم عن مرض الاعتلال الدماغي المزمن تتوسط عن طريق موت الخلايا المبرمج بدلاً من النخر. يعد تنشيط موت الخلايا المبرمج في الخلايا السرطانية استراتيجية تصحيحية والعديد من الأدوية المضادة للسرطان قد تمارس تأثيرات موت الخلايا المبرمج في الخلايا السرطانية.

وبالتالي فإن المركبات أو المستخلصات ذات الأنشطة المؤيدة للاستماتة في الخلايا السرطانية من المحتمل أن تكون مفيدة في أبحاث الأدوية المضادة للسرطان (Wong، 2011). لتحديد ما إذا كان التأثير المؤيد للاستماتة الناجم عن CTE يتم بوساطة آلية ROS المستحثة بالميتوكوندريا، قمنا بقياس إنتاج الأكسيد الفائق باستخدام مسبار الفلورسنت المستهدف بالميتوكوندريا في الخلايا المعالجة بـ CTE. تظهر بياناتنا بوضوح أن CTE يحفز إنتاج أكسيد الميتوكوندريا الفائق مما يشير إلى أن نشاط Cistanche tubulosa المضاد للسرطان يتم بوساطة جزئيًا على الأقل من خلال آلية ROS المستحثة بالميتوكوندريا.

الاستنتاجات

في الختام، تشير بياناتنا إلى أن المستخلص المائي للنبات الصحراوي Cistanche tubulosa قد يمثل مرشحًا واعدًا لنهج مضاد للسرطان بالاشتراك مع علاجات تقليدية أخرى للوقاية من سرطان القولون وعلاجه. لقد أثبتنا أيضًا أن سمية المستخلص النباتي ضد الخلايا السرطانية تتوسطها زيادة إنتاج ROS داخل الخلايا، وعلى الأقل جزئيًا، عن طريق موت الخلايا المبرمج المعتمد على الميتوكوندريا. هناك المزيد من الدراسات جارية لعزل وتوصيف المكونات الفردية النشطة بيولوجيًا المسؤولة عن النشاط المضاد للسرطان.

هناك حاجة إلى مزيد من الأبحاث لتقييم الاستخدام المحتمل لهذا المستخلص كعامل وقائي كيميائي فعال وفهم آليات العمل على خلايا سرطان القولون على المستوى الجزيئي. هناك حاجة أيضًا إلى مزيد من الدراسات قبل السريرية والسريرية لتأكيد التأثيرات الصحية المفيدة الملحوظةCistanche tubulosa للوقاية من السرطان.

 قهوة سيستانش توبولوسا تعمل قهوة سيستانش على تحسين الذاكرة ومكافحة التعب PHGS75% ECH 30% ACT 12%